Camponotus castaneus

Camponotus castaneus (Latreille, 1802) est une fourmi charpentière grande et élégante de l’est de l’Amérique du Nord, d’un châtain orangé si uniforme et si brillant qu’elle semble vernie. En anglais, on l’appelle chestnut carpenter ant ; elle n’a pas de nom français établi, et chez Antomas nous la vendons sous son nom scientifique. Elle est timide, part au travail à la tombée du jour et, bien qu’étant une charpentière, préfère la terre au bois.

Elle occupe aussi une place à part dans l’histoire des sciences : le champignon « zombie » Ophiocordyceps kimflemingiae ne sait manipuler que deux fourmis, elle et sa jumelle C. americanus. Comme toujours, nous distinguons ce que dit la science, ce que racontent d’autres éleveurs et ce que nous avons appris chez Antomas.

Biologie

De Formica castanea à Camponotus

Le naturaliste français Pierre André Latreille l’a décrite en 1802, dans son Histoire naturelle des Fourmis, sous le nom de Formica castanea : à l’époque, presque toutes les fourmis étaient des Formica. Les parenthèses qui entourent aujourd’hui l’auteur, Camponotus castaneus (Latreille, 1802), signifient précisément cela : l’espèce a changé de genre après sa description. L’épithète n’a rien de mystérieux : en latin, castaneus signifie « couleur de châtaigne ».

Au sein du genre, sa place a changé plus d’une fois. Au milieu du XX^e siècle, le myrmécologue William S. Creighton l’a placée dans le sous-genre Tanaemyrmex, celui de nos C. sylvaticus et C. barbaricus. La révision la plus récente des Camponotus du Nouveau Monde (Mackay, 2019) la transfère dans le sous-genre Camponotus au sens strict, au sein du complexe herculeanus et aux côtés de sa jumelle C. americanus, surtout en raison de son clypéus aplati. Cela dit, les études moléculaires ont montré que plusieurs sous-genres classiques de Camponotus ne forment pas des groupes naturels : la classification interne du genre reste un chantier ouvert.

De l’Atlantique aux Grandes Plaines

C’est une espèce de l’est des États-Unis. Son aire va de New York à la Floride et, vers l’ouest, atteint l’Oklahoma, le Kansas et le Texas ; au nord, elle atteint au moins le sud de la Nouvelle-Angleterre, puisqu’elle figure dans le guide de terrain des fourmis de cette région. Elle vit dans une grande variété de milieux : forêts caducifoliées et mixtes, pinèdes, savanes à chênes, prairies et clairières, fourrés sur sable, mais aussi milieux perturbés comme les jardins, les vergers, les campings et les terres agricoles. Cette polyvalence explique sa vaste répartition.

Le climat de son aire va du continental humide du nord-est, aux hivers froids et aux gelées fréquentes, au subtropical humide du sud-est, aux hivers doux. Partout, les étés sont chauds et humides. Nous en tiendrons compte en parlant de l’humidité et de la diapause.

La charpentière qui ne dépend pas du bois

Elle appartient au groupe des fourmis charpentières, mais C. castaneus ne dépend pas particulièrement du bois. Ses nids se trouvent souvent dans le sol : sous les pierres et les objets, entre les racines, au pied des arbres ou en terre nue. Elle occupe aussi des troncs et des souches déjà pourris et l’écorce du pied des pins et des feuillus. Au Mississippi, on a trouvé des nids dans la terre, au pied d’un hêtre d’Amérique.

Comme toutes les charpentières, elle ne mange pas de bois : elle profite de cavités existantes ou creuse des matériaux tendres et dégradés. Et, contrairement à sa voisine C. pennsylvanicus, la grande charpentière noire, ce n’est pas un ravageur du bois : si elle entre dans une maison, c’est pour chercher de la nourriture, pas pour y nicher. En revanche, elle tombe souvent dans les pièges à scolytes suspendus aux troncs et appâtés à l’α-pinène, un composé de l’odeur des pins : ses ouvrières parcourent régulièrement les troncs.

L’équipe de nuit de la forêt

Son activité à l’extérieur se concentre au crépuscule et pendant la nuit : en Nouvelle-Angleterre, on la décrit comme principalement nocturne. Les ouvrières parcourent le sol et grimpent aux troncs, avec des pistes régulières vers les plantes où elles trouvent du sucre. Le jour, une petite colonie peut sembler presque inactive ; quand la lumière baisse, elle commence à envoyer des éclaireuses, comme une ville dont l’équipe de travail prend son poste au moment où le reste de la forêt s’éteint. Elle a les mêmes horaires que notre C. sylvaticus, crépusculaire et nocturne.

C’est en outre une espèce prudente, « très timide » selon la littérature, et moins impulsive que d’autres fourmis nord-américaines. Face à une perturbation, beaucoup d’ouvrières choisissent d’abord de se replier dans le nid, même si les majors peuvent défendre l’entrée avec leurs mandibules et leur acide formique.

La fourmi zombie des forêts nord-américaines

Dans les forêts du sud-est des États-Unis vit un champignon parasite à la stratégie digne d’un film d’horreur : Ophiocordyceps kimflemingiae, l’un des « champignons des fourmis zombies ». Ses spores tombent sur les ouvrières qui fourragent au sol, germent, traversent la cuticule, et le champignon commence à pousser à l’intérieur de la fourmi. Pendant deux ou trois semaines, il envahit son corps. À la fin, l’ouvrière quitte la colonie, grimpe dans la végétation, s’agrippe des mandibules à une brindille et y meurt, suspendue dans la « morsure de la mort ». De sa nuque pousse alors la tige du champignon qui, d’en haut, laisse tomber une pluie de spores sur le sol, juste là où fourragent ses sœurs.

Le plus étonnant, c’est sa spécificité. En 2014, une équipe de l’université d’État de Pennsylvanie a infecté en laboratoire quatre espèces de fourmis qui vivent ensemble dans ces forêts : C. castaneus et C. americanus, ses hôtes naturels, et deux autres que le champignon ne parasite pas dans la nature, la charpentière C. pennsylvanicus et Formica dolosa. Le champignon a tué les quatre, mais n’a manipulé le comportement que de C. castaneus et de C. americanus. Les chercheurs l’ont ensuite cultivé avec des cerveaux vivants prélevés sur les fourmis et ont constaté qu’il sécrétait des substances différentes selon l’espèce du cerveau. Le champignon « reconnaît », pour ainsi dire, le cerveau de sa victime et sort un répertoire chimique différent pour les deux qu’il sait dominer.

À l’époque, il n’avait pas encore de nom propre. En 2018, il a été décrit officiellement sous le nom d’O. kimflemingiae, en l’honneur de Kim Fleming, une photographe naturaliste amateur qui a trouvé dans son bois les premières fourmis mortes et a collaboré avec les chercheurs. Depuis, ce champignon et ses fourmis sont devenus un modèle pour comprendre la manipulation :

• Les gènes de la morsure (2015). On a étudié les gènes que le champignon active précisément pendant la morsure de la mort, avec une souche isolée d’une ouvrière de C. castaneus. En laboratoire, les fourmis mordeuses sont mortes entre 16 et 24 jours après l’infection.
• Un réseau dans le corps (2017). Grâce à l’imagerie 3D et à l’apprentissage profond, on a vu que, chez les fourmis manipulées, les cellules du champignon forment des réseaux qui parcourent tout le corps et entourent les muscles, mais sans envahir le cerveau.
• Des brindilles plutôt que des feuilles (2018). Dans les forêts tropicales, les fourmis zombies meurent généralement en mordant des feuilles ; dans les forêts tempérées, où les feuilles tombent en automne, elles mordent des brindilles. L’étude suggère que cette habitude a évolué de manière indépendante en réponse au climat.
• Des mandibules bloquées (2019). L’étreinte de la mort est due à l’hypercontraction des muscles des mandibules : la fourmi ne peut plus lâcher prise.
• Un manuel partagé (2020). Le champignon partage avec un parent qui parasite une autre Camponotus plusieurs gènes candidats pour contrôler ses hôtes.

Sa jumelle partage le même sort : en 2025 a été publiée la première observation confirmée du champignon sur C. americanus au Tennessee. Et ce n’est pas son seul locataire : on a aussi décrit chez C. castaneus un nématode parasite, Rabbium paradoxus. Rassurez-vous toutefois : le champignon est un parasite de la forêt, qui a besoin de la litière, de l’humidité et des spores tombant d’en haut, et il n’a rien à voir avec les colonies d’élevage ni avec les humains.

Sa jumelle à tête sombre

C. castaneus a une parente presque identique, C. americanus, avec qui elle partage un complexe d’espèces, une bonne partie de son aire et même le champignon zombie. On les confond facilement, mais il existe une astuce simple, la première que donnent les clés d’identification :

• C. castaneus : la tête et le mésosome, le « thorax », sont de la même couleur, sans taches sombres sur le dessus du mésosome, et avec très peu de poils ; les joues n’ont presque pas de soies.
• C. americanus : la tête est plus sombre, avec un clypéus plus clair, et le dessus du mésosome présente des zones assombries.

Autrement dit : si toute la fourmi semble taillée dans le même bois de châtaignier, c’est C. castaneus.

La même fourmi en trois tailles

Les colonies présentent un polymorphisme modéré et continu, avec des ouvrières minors, des formes intermédiaires et des majors. Il n’y a pas de frontière nette entre ouvrières et soldats : la colonie fabrique le même outil en différents formats. Comme chez d’autres Camponotus, les petites explorent et s’occupent du couvain, tandis que les grandes défendent le nid, transportent les aliments volumineux, découpent les proies et stockent des liquides dans leur jabot.

La différence saute aux yeux sur la tête. Celle de la minor est nettement plus longue que large ; celle de la major est presque aussi large que longue, subcarrée, avec des mandibules bien plus puissantes. Les mesures le confirment : chez les majors de musée, la tête mesure 2,9–3,4 mm de large et 3,1–3,4 mm de long.

Des centaines, pas des milliers

C. castaneus ne forme pas de colonies gigantesques. Le recensement publié de cinq colonies complètes récoltées en Floride a donné une moyenne d’environ 350 ouvrières par colonie ; dans la même étude, la charpentière de Floride, C. floridanus, atteignait 10 000. En captivité, c’est donc une espèce à la population modérée, plus facile à gérer que d’autres grandes Camponotus capables de réunir plusieurs milliers d’individus.

Les colonies sont monogynes : une seule reine, selon les éleveurs, même s’il n’existe pas encore d’étude génétique. Gardez toujours une seule reine par colonie et ne réunissez pas des reines achetées séparément : dans un journal d’élevage publié sur un forum, l’une des reines ajoutées à une colonie a fini morte.

Des princesses qui passent l’hiver à la maison

Les vols nuptiaux sont nocturnes : les reines et les mâles ailés viennent aux lumières d’avril à septembre, et les pièges lumineux utilisés pour échantillonner les insectes nocturnes les attirent souvent. Au Mississippi, on a vu des sexués ailés de début mai à mi-juin, puis de nouveau en septembre, et les éleveurs racontent qu’ils volent après la tombée de la nuit, par nuits chaudes d’environ 21–24 °C. Mais le plus curieux, c’est que les ailés peuvent passer l’hiver dans le nid avec leurs sœurs et s’envoler la saison suivante. Si un jour votre colonie produit des reines et des mâles, ne soyez pas surpris de les voir passer la diapause à la maison.

Après le vol, la reine fécondée s’arrache les ailes, s’enferme dans une petite chambre et élève la première génération sans sortir se nourrir, grâce à ses réserves de graisse et à ses muscles alaires : c’est la fondation claustrale. Les premières ouvrières sont des nanitiques, nettement plus petites que les suivantes. Dès qu’elles commencent à rapporter de la nourriture, la reine augmente la ponte et la colonie produit des ouvrières de plus en plus robustes. La croissance initiale est lente, comme chez beaucoup de grandes Camponotus, et le polymorphisme ne devient bien visible qu’après plusieurs générations.

Éleveuse nocturne

Les ouvrières adultes vivent de liquides sucrés : nectar, miellat de pucerons et d’autres hémiptères, fruits mûrs et autres substances riches en glucides. Les insectes qu’elles capturent ou trouvent morts sont rapportés au nid et servent surtout à nourrir les larves. Des naturalistes amateurs les ont vues sur les boutons floraux des pivoines, ou immobiles près des nectaires du cerisier tardif, comme si elles surveillaient leur source de sucre. Une colonie bien nourrie se reconnaît tout de suite : beaucoup d’ouvrières portent un gastre dilaté par les réserves liquides, laissant apparaître les membranes claires entre les segments.

Des bactéries dans ses cellules

Comme toutes les Camponotus étudiées, elle abrite une bactérie symbiotique, Blochmannia, qui vit dans des cellules spéciales de l’intestin moyen et passe de la mère à ses filles par les ovaires. L’arbre généalogique de la bactérie reproduit celui de ses fourmis, et chez la charpentière de Floride, on a démontré qu’elle fournit des acides aminés essentiels et recycle l’azote, ce qui est très utile pour une fourmi qui vit surtout de sucre.

Taille et morphologie

Camponotus castaneus est une fourmi grande et élégante, facile à reconnaître à sa coloration uniforme : châtain, rougeâtre, orangée ou jaunâtre selon les individus. Les descriptions scientifiques parlent d’un châtain uniforme à brun jaunâtre, ou d’une intense couleur de miel doré ; dans nos colonies, châtain orangé avec le gastre ambré.

• Couleur. Tête et mésosome du même ton, sans taches sombres ; le gastre peut être un peu plus foncé ou plus ambré. Comme chez d’autres Camponotus, les dents des mandibules sont plus sombres.
• Surface. Exosquelette lisse et brillant, avec très peu de pilosité. En lumière directe, la couleur paraît particulièrement intense.
• Tête. Allongée chez la minor ; large et presque carrée chez la major, avec des mandibules puissantes. Le bord antérieur du clypéus est crénelé chez la major et la reine, et les joues n’ont presque pas de soies.
• Antennes et pattes. Longues et sans poils dressés ; les scapes sont un peu aplatis à la base.
• Mâle. Plus petit, avec la tête plus longue que large, de grands yeux saillants et des mandibules réduites. Sa couleur rappelle celle de la reine, mais en plus clair, souvent avec des bandes sombres le long du dessus du thorax.
• Pas de dard. Comme toutes les formicines, son gastre se termine par un acidopore, un orifice par lequel elle libère de l’acide formique pour se défendre.

Mesures approximatives

• Ouvrières minors : 6,9–8,5 mm
• Ouvrières majors : 11–16 mm dans notre lignée en captivité ; 10,9–12,1 mm dans les séries de musée
• Reine : 15,6–17,2 mm
• Mâle : 8,7–9,6 mm

Les mesures des minors, de la reine et du mâle sont celles du Mississippi Entomological Museum, de l’université d’État du Mississippi. Les majors mesurent 10,9–12,1 mm dans les séries de musée, mais dans notre lignée en captivité elles atteignent 11–16 mm : ce sont des mesures d’Antomas prises dans nos propres colonies. Les reines de 18–20 mm qui circulent dans les boutiques et les forums ne sont pas étayées par les mesures publiées.

Élevage en captivité

Difficulté : 3/5 – Avancé

Chez Antomas, nous la plaçons au niveau avancé, dans sa partie la plus accessible. Elle a presque tout pour elle : fondation claustrale, population modérée, régime généraliste et caractère calme. Mais elle demande de l’attention sur quatre points :

• La diapause. Elle a besoin d’un repos hivernal au frais chaque année.
• Une croissance lente. La première année donne peu d’ouvrières, et les majors se font attendre.
• L’humidité. Elle en demande plus que la plupart des Camponotus, avec un gradient stable.
• Ses horaires. Elle est timide et travaille surtout la nuit : il faut apprendre à l’observer.

Si vous avez déjà élevé une Camponotus ibérique comme C. cruentatus, la routine vous sera familière, avec deux différences : ici, l’humidité compte davantage et l’action commence à la nuit tombée.

Paramètres recommandés

• Température du nid : 23–27 °C en saison, avec un côté un peu plus chaud pour que la colonie puisse choisir. Sans dépasser 28 °C.
• Humidité : un gradient avec une large zone humide pour les œufs et les larves, et une autre plus sèche et ventilée pour les nymphes.
• Aire de chasse : sèche et à température ambiante.
• Eau : toujours disponible, dans un tube à essai avec de l’eau et du coton dans l’aire de chasse.
• Nid : gamme Alpha d’Anthouse, en PLA et méthacrylate, avec des galeries moyennes puis, quand apparaissent les majors, grandes.
• Lumière : le nid dans l’obscurité et l’aire de chasse à la lumière normale de la pièce.
• Diapause : 10–12 semaines à 8–14 °C.

Température et humidité

Même si elle supporte bien la chaleur, il ne faut pas chauffer toute la fourmilière. Placez la source de chaleur, un câble ou un tapis chauffant avec thermostat, sur un côté, jamais sous tout le nid, pour créer un gradient le long duquel la colonie peut déplacer les œufs, les larves et les nymphes selon ses besoins. D’après les éleveurs, elle se porte le mieux vers 24–25 °C, et au-dessus d’environ 29 °C elle croît nettement plus lentement : d’où notre plafond de 28 °C.

Elle est plus exigeante en humidité que d’autres charpentières. Les éleveurs s’accordent à dire qu’elle préfère plus d’humidité que la plupart des Camponotus, ce qui est logique pour une fourmi aux étés humides qui niche dans le sol. Les œufs et les larves se trouvent généralement dans la zone la plus humide, et les cocons sont déplacés vers des chambres plus sèches : la colonie change les enfants de chambre selon le moment. Les QBIK de la gamme Alpha sont plutôt secs et reçoivent leur humidité par les tubes d’eau : veillez à ce que la zone du couvain ait toujours son apport et ne le laissez jamais s’épuiser. Si la colonie s’entasse près de l’eau, elle manque d’humidité ; si de la moisissure apparaît, il y en a trop.

Arrivée et premières semaines

Chez Antomas, nous vendons C. castaneus sous forme de reine avec 3–7 ouvrières et couvain : la colonie a déjà passé la fondation, l’étape la plus délicate, et possède des ouvrières qui sortent chercher de la nourriture. Elle arrive dans un tube à essai et, tant qu’elle est petite, elle peut y rester, reliée à une petite aire de chasse :

• Repos à l’arrivée : deux jours au calme et dans l’obscurité, à 23–27 °C, en vérifiant qu’il reste de l’eau dans le tube.
• De la nourriture dès le début, mais hors du tube : une goutte de liquide sucré dans un mini-abreuvoir et un petit morceau d’insecte deux ou trois fois par semaine, dans l’aire de chasse ou près de l’entrée. Mettre souvent de la nourriture dans le tube apporte saleté, moisissure et stress inutile.
• Ni chocs ni vibrations : selon les éleveurs, c’est ce qui pousse le plus souvent une reine stressée à manger ses œufs.
• Au nid, quand le tube devient trop petit, vers 20 ouvrières.

Fourmilières recommandées

Pour C. castaneus, nous recommandons les modulaires de la gamme Alpha d’Anthouse, en PLA et méthacrylate. Elle n’a besoin ni de liège ni de bois, et ces matériaux permettent de bien mieux voir le couvain et de contrôler l’humidité. D’abord, un QBIK ONE avec galeries moyennes, parfait pour une jeune colonie :

QBIK ONE

Quand la colonie grandit et que les majors commencent à apparaître, avec leur large tête, l’étape suivante est un QBIK DUO avec grandes galeries, qui accueillent confortablement la reine, le couvain et les plus grandes ouvrières :

QBIK DUO

Agrandissez progressivement : selon les éleveurs, si la colonie ne peut pas occuper au moins les deux tiers du nid, elle transforme le reste en dépotoir. Aménagez une aire de chasse sèche, avec du sable ou de la terre, une ou deux pierres plates et un morceau d’écorce pour grimper, toujours loin de la barrière.

Déménagement par renversement

Chez Antomas, nous déménageons toujours les colonies par renversement, aussi bien du tube au QBIK ONE que lors du passage au QBIK DUO. Voici comment nous procédons :

1. Tout prêt à l’avance : la nouvelle fourmilière montée, avec la barrière en place et l’eau branchée.
2. Au-dessus d’un plateau, au cas où une ouvrière grimperait sur vos mains ou sur les outils.
3. Renverser : ouvrez le tube ou l’ancien nid dans l’aire de chasse, à côté de l’entrée du nouveau, et videz-le par petits tapotements. Aidez les retardataires avec un pinceau.
4. Obscurité dans le nouveau nid : couvrez-le d’un cache opaque et les ouvrières commenceront à y transporter le couvain et la reine.
5. Avec calme : sans secouer ni souffler. Une colonie très stressée libère de l’acide formique, et dans un récipient fermé cet acide finit par nuire aux fourmis elles-mêmes (voir « Manipulation et sécurité »).

Alimentation

Du sucre, toujours. Les glucides sont la principale source d’énergie des ouvrières, et en saison elles ne doivent jamais manquer de liquide sucré. Proposez-le dans un abreuvoir, classique ou fait maison, où la goutte reste étalée et accessible, et jamais sur du coton : il moisit et le liquide se gâte très vite. Variez les sucres : chez Antomas, nous recommandons le Nectar Blue Sugar d’Anthouse 4–5 fois par semaine et un autre nectar, de l’eau sucrée ou du miel dilué 1–2 fois par semaine. Vous pouvez aussi enrichir le nectar avec un peu de protéines. Les fruits mûrs servent de complément, à retirer avant qu’ils ne fermentent.

Des protéines, en quantité. Leur consommation dépend des larves : avec beaucoup de couvain, la colonie acceptera de la nourriture plusieurs fois par semaine. Notre règle est claire : si vous faites l’entretien chaque jour et retirez les restes, mieux vaut trop que pas assez, car la colonie perçoit qu’elle a des ressources en abondance et élève davantage de couvain, plus vite. Si vous ne pouvez pas nettoyer souvent, ajustez la quantité.

• Changez de proie chaque semaine. Pour une jeune colonie, de petites proies, mortes ou coupées en morceaux : des mouches, qui sont leur protéine préférée selon les éleveurs, et Thermobia domestica, juste à la bonne taille pour commencer. Quand elle grandit, alternez grillons, blattes d’Argentine, blattes turques, papillons de nuit et, de temps en temps, un ver de farine coupé en morceaux.
• De grosses proies quand il y a des majors pour les découper. Une petite colonie a du mal à emporter une blatte entière : ouvrez-la et laissez-la près de l’entrée.
• Au crépuscule. Elle est nocturne : déposez les protéines en fin d’après-midi et retirez les restes le lendemain matin, ou au plus tard au bout de 24 heures, pour éviter moisissures et acariens.
• Des insectes de confiance, issus d’élevage et sans insecticides.

Eau : en plus du sucre, toujours un tube avec de l’eau et du coton dans l’aire de chasse. Chez une espèce qui apprécie l’humidité, la laisser se déshydrater est une erreur grave.

Croissance et majors

Avec de la chaleur et une bonne alimentation, il faut environ 45–70 jours de l’œuf à l’ouvrière, selon les éleveurs, et davantage si le nid est plus frais ; le seul stade nymphal peut durer environ cinq semaines. La première année est lente, parfois avec moins de dix ouvrières avant la première diapause, mais ensuite la colonie prend son rythme et chaque génération apporte des ouvrières plus grandes. Il n’existe pas de données publiées sur l’apparition des premières majors ; selon les éleveurs, elles arrivent quand la colonie atteint quelques dizaines d’ouvrières, souvent la deuxième ou la troisième année. C’est le moment de passer au QBIK DUO avec grandes galeries.

Si vous préférez sauter cette phase de démarrage, nous proposons aussi l’Empire Châtaigne, une colonie établie de 60–80 ouvrières avec sa reine, déjà en pleine expansion.

Diapause

Dans la nature, C. castaneus s’arrête en hiver : elle cesse de fourrager dès les premiers froids et la colonie passe ces mois à l’intérieur du nid qui, sous terre, entre les pierres ou les racines, la protège des gelées. En captivité, elle en a aussi besoin : selon les éleveurs, la sauter affaiblit la colonie. Chez Antomas, nous recommandons :

• Quand : de mi-novembre ou décembre à février ou début mars. La colonie elle-même vous prévient : la reine cesse de pondre, les larves ne grandissent plus et le fourragement diminue.
• Combien de temps : environ 10–12 semaines.
• À quelle température : 8–14 °C. Une pièce non chauffée ou une cave fraîche et sombre conviennent généralement ; vérifiez avec un thermomètre.
• Progressivement : baissez la température sur 2–3 semaines, par exemple de 20 °C à 15 °C puis à celle de la diapause, et remontez-la de la même façon à la fin. Les changements brusques peuvent tuer la reine.
• Pendant le repos : de l’eau toujours disponible et l’humidité du nid maintenue ; un peu de sucre s’il y a des ouvrières actives et pas de protéines.
• Sans précipitation : ne forcez pas l’activité en chauffant la colonie si elle a elle-même arrêté le développement du couvain.

Comportement en captivité

Discrète le jour, active la nuit. Les petites colonies gardent peu d’ouvrières dans l’aire de chasse, et vous verrez l’essentiel de leur activité en fin de soirée et la nuit. Pour profiter de leur heure de pointe, observez-les sous une lumière tamisée : beaucoup d’éleveurs utilisent une lumière rouge, qui les dérange moins.

À chaque taille son métier. Avec la croissance apparaissent des pistes plus nettes et la répartition des tâches entre minors et majors devient visible. Les majors restent en général dans le nid et sortent surtout pour les gros aliments ou en cas de perturbation.

Observer sans crainte. Chez Antomas, nous pensons que les fourmis sont faites pour être appréciées, observées et pour apprendre d’elles. Laissez le nid dans l’obscurité et l’aire de chasse éclairée, observez-les avec calme et n’intervenez que si nécessaire : toute timide qu’elle est, elle s’habitue à votre présence.

Évasions et barrières

Les ouvrières grimpent bien sur le verre, le plastique, les joints en silicone et toute surface rugueuse. Pour qu’elles ne sortent pas de l’aire de chasse :

• Barrière anti-évasion d’huile minérale ou de talc en haut des parois, fine, continue et bien appliquée. Renouvelez-la quand elle se charge de poussière.
• Un couvercle bien ajusté en seconde ligne, avec une maille fine sur les aérations : les nanitiques passent par des fentes qui semblent inoffensives.
• Pas de ponts : aucune branche ni pierre près de la barrière.
• Vérifiez les connexions après chaque agrandissement.
• Attention la nuit : c’est là qu’elles explorent le plus, alors vérifiez la barrière l’après-midi, avant le début de leur service.

Manipulation et sécurité

C. castaneus n’a pas de dard et ne présente aucun danger pour les humains. Les ouvrières peuvent mordre si elles sont coincées ou manipulées directement, et les majors ont des mandibules assez fortes pour pincer de façon sensible. Elles libèrent aussi de l’acide formique, et c’est là le vrai risque, mais pour elles : si elles sont trop stressées pendant la manipulation ou le transport et restent enfermées dans un petit récipient, l’acide s’accumule et peut gravement nuire à la santé de la colonie. Un substrat absorbant dans l’aire de chasse et une bonne ventilation aident. Pour les déménagements et l’entretien, utilisez des tubes, des récipients auxiliaires et des pinces longues. Et, comme espèce nord-américaine, elle ne doit jamais être relâchée.

Ce qu’il ne faut pas faire

• Réunir des reines ou des colonies : gardez une seule reine par colonie.
• Chauffer toute la fourmilière ou dépasser 28 °C.
• Laisser le nid sécher ou manquer d’eau : elle demande plus d’humidité que la plupart des Camponotus.
• Mettre le sucre sur du coton ou laisser l’abreuvoir s’assécher.
• Donner toujours la même proie ou laisser des restes plus de 24 heures.
• Sauter la diapause ou changer brusquement la température à l’entrée ou à la sortie.
• Installer une petite colonie dans un nid immense.
• Garder des galeries moyennes quand il y a déjà des majors.
• Négliger la barrière ou le couvercle : elles grimpent sur le verre.
• Les stresser dans des récipients fermés, où l’acide formique s’accumule.

Sources scientifiques

Cette fiche repose sur la littérature scientifique consacrée à Camponotus castaneus et à son champignon parasite, en particulier sur la fiche de l’espèce du Mississippi Entomological Museum (Rasoamanana et MacGown, accès libre), sur la révision de W. P. Mackay (2019) et sur le guide d’Ellison et al. (2012), ainsi que sur l’expérience d’Antomas et d’autres éleveurs. Principales références :

1. de Bekker, C., Quevillon, L. E., Smith, P. B., Fleming, K. R., Ghosh, D., Patterson, A. D. & Hughes, D. P. (2014). Species-specific ant brain manipulation by a specialized fungal parasite. BMC Evolutionary Biology 14: 166. doi:10.1186/s12862-014-0166-3
2. de Bekker, C., Ohm, R. A., Loreto, R. G., Sebastian, A., Albert, I., Merrow, M., Brachmann, A. & Hughes, D. P. (2015). Gene expression during zombie ant biting behavior reflects the complexity underlying fungal parasitic behavioral manipulation. BMC Genomics 16: 620. doi:10.1186/s12864-015-1812-x
3. Araújo, J. P. M., Evans, H. C., Kepler, R. & Hughes, D. P. (2018). Zombie-ant fungi across continents: 15 new species and new combinations within Ophiocordyceps. I. Myrmecophilous hirsutelloid species. Studies in Mycology 90: 119–160. doi:10.1016/j.simyco.2017.12.002
4. Fredericksen, M. A., Zhang, Y., Hazen, M. L., Loreto, R. G., Mangold, C. A., Chen, D. Z. & Hughes, D. P. (2017). Three-dimensional visualization and a deep-learning model reveal complex fungal parasite networks in behaviorally manipulated ants. Proceedings of the National Academy of Sciences of the USA 114: 12590–12595. doi:10.1073/pnas.1711673114
5. Loreto, R. G., Araújo, J. P. M., Kepler, R. M., Fleming, K. R., Moreau, C. S. & Hughes, D. P. (2018). Evidence for convergent evolution of host parasitic manipulation in response to environmental conditions. Evolution 72: 2144–2155. doi:10.1111/evo.13489
6. Mangold, C. A., Ishler, M. J., Loreto, R. G., Hazen, M. L. & Hughes, D. P. (2019). Zombie ant death grip due to hypercontracted mandibular muscles. Journal of Experimental Biology 222: jeb200683. doi:10.1242/jeb.200683
7. Will, I., Das, B., Trinh, T., Brachmann, A., Ohm, R. A. & de Bekker, C. (2020). Genetic underpinnings of host manipulation by Ophiocordyceps as revealed by comparative transcriptomics. G3: Genes, Genomes, Genetics 10: 2275–2296. doi:10.1534/g3.120.401290
8. Coffman, K. R., Longmire, M. L., Chandler, J. G. & Grant, J. F. (2025). First confirmed record and ecologic observations of Ophiocordyceps kimflemingiae infecting Camponotus americanus in Tennessee. Journal of Entomological Science 60: 322–333. doi:10.18474/JES24-51
9. King, J. R. (2010). Size–abundance relationships in Florida ant communities reveal how ants break the energetic equivalence rule. Ecological Entomology 35: 287–298. doi:10.1111/j.1365-2311.2010.01177.x
10. Ward, P. S., Blaimer, B. B. & Fisher, B. L. (2016). A revised phylogenetic classification of the ant subfamily Formicinae (Hymenoptera: Formicidae), with resurrection of the genera Colobopsis and Dinomyrmex. Zootaxa 4072: 343–357. doi:10.11646/zootaxa.4072.3.4
11. Sauer, C., Stackebrandt, E., Gadau, J., Hölldobler, B. & Gross, R. (2000). Systematic relationships and cospeciation of bacterial endosymbionts and their carpenter ant host species: proposal of the new taxon Candidatus Blochmannia gen. nov. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology 50: 1877–1886. doi:10.1099/00207713-50-5-1877
12. Feldhaar, H., Straka, J., Krischke, M., Berthold, K., Stoll, S., Mueller, M. J. & Gross, R. (2007). Nutritional upgrading for omnivorous carpenter ants by the endosymbiont Blochmannia. BMC Biology 5: 48. doi:10.1186/1741-7007-5-48
13. Poinar, G. (2012). Nematode parasites and associates of ants: past and present. Psyche 2012: 192017. doi:10.1155/2012/192017